Mikroskoopin värjäysvalmisteet. Mikrovalmisteiden valmistustekniikka. Mikro-organismien tutkimus elävässä muodossa

Väliaikaisia ​​dioja tehtäessä on noudatettava seuraavaa toimintosarjaa:

• 1. Pese ja kuivaa objektilasit ja kansilevyt huolellisesti. Välttääksesi erittäin hauraan kansilasin rikkoutumisen aseta se lautasliinan taitteeseen oikean kätesi peukalon ja etusormen väliin ja pyyhi se varovasti pyörivin liikkein.
• 2. Levitä tippa nestettä (vesi, glyseriini, liuos, reagenssi tai väriaine) objektilasille pipetillä.
• 3. Leikkaa tutkittavasta elimestä terällä. Terän tulee olla erittäin terävä.
• 4. Valitse ohuin osa, siirrä se leikkaavalla neulalla tai ohuella harjalla objektilasin keskelle nestepisaraan.
• 5. Peitä viipale peitinlasilla, jotta ilma ei pääse sen alle. Tätä varten vedä peitelasi kahdella sormella reunojen yli ja vie alareuna nestepisaran reunaan kulmassa ja laske se varovasti.
• 6. Jos nestettä on paljon ja se valuu ulos kansilasin alta, poista se suodatinpaperilla. Jos peitinlasin alla on ilmalla täytettyjä tiloja, lisää nestettä laittamalla sitä tippa lähelle kansilasin reunaa ja suodatinpaperia vastakkaiselle puolelle.

Ennemmin tai myöhemmin biologian opettajat ja piirien johtajat joutuvat tekemään koulutuksellisen mikrovalmistelun. Mikä on aine, joka voi kiinnittää biologisen esineen pitkäksi aikaa, ja kuinka tehdä tästä menettelystä yksinkertainen ja helposti saatavilla. Tunnetut balsamit (kiinnityshartsit) eivät ole koskaan kuuluneet helposti saatavilla oleviin aineisiin, varsinkaan kaukana suurista kaupungeista. Lisäksi he sanovat, että nämä aineet eivät ole vaarattomia. Lopuksi, niiden käyttö on melko vaikeaa.

Lääkkeen valmistukseen voit käyttää PVA-liimaa. On tärkeää, että valmiste on kostea, hyvin kostutettu ja liima on tuoretta ja hieman laimennettu puhtaalla kylmällä keitetyllä vedellä haluttuun konsentraatioon (liima on emulsio ja helposti laimennettu). Muutaman yrityksen ja erehdyksen jälkeen haluttu pitoisuus voidaan helposti koota ja määrittää.

Sitten tippa keitettyä tai tislattua vettä levitetään puhtaalle lasilevylle. Vesi tulee poistaa varovasti puhtaalla, nukkaamattomalla liinalla tai suodatinpaperilla, jotta lasi on hieman kostea. Tämä, kuten näytteen kosteuspitoisuus, edistää tasaista (kuplatonta) kastumista. Valmistetulle pinnalle tulee levittää pieni pisara esivalmistettua PVA-liimaa, jotta ilmakuplia ei esiinny. Joskus ne eivät häiritse, mutta pilaavat lääkkeen ulkonäön. Aiemmin valmistettu leike tai näyte, esimerkiksi aiemmin kuumalla vedellä tapettu daphnia, siirretään varovasti tähän pisaraan. Laita sitten tasaisella vinoliikkeellä päälle peitelasi, myös puhdas ja hieman kostea. Lasien välisen liimakerroksen tulee olla mahdollisimman ohut.

Jos jokin epäonnistuu ja näyte on arvokas ja riittävän suuri, melkein aina, toisin kuin hartsit, on mahdollista pestä se pois puhtaalla vedellä ja toistaa toimenpide. Ylimääräinen liima pestään varovasti ohuella vesisuihkulla; sinun on varmistettava, että se ei valu lasien väliin. Pidä kiinni kansilasista. Hieman sameat vesijäämät voidaan poistaa varovasti suodatinpaperilla tai hienolla, nukkaamattomalla kankaalla. biologinen mikrovalmisteen valmistusmenetelmä

Valmiit valmisteet tulee levittää lämpimään, kuivaan paikkaan. Lääkkeen valmiuden indikaattori on sen läpinäkyvyys. Kuivuminen läpinäkyvään tilaan kestää yhdestä neljään viikkoa useista tekijöistä riippuen. Tapahtuu, että liian paksu liimakerros tai epäpuhtauksien saastuttama liima ei muutu täysin läpinäkyväksi - tämä heikentää kuvaa jonkin verran, mutta mikroskoopin matalan syväterävyyden vuoksi jopa tällaisia ​​​​valmisteita on saatavilla tutkittavaksi.

Ei ole takeita siitä, että tätä menetelmää voidaan käyttää minkä tahansa formulaation valmistukseen, koska jotkut niistä vaativat värjäystä ja väriaineet voivat olla vuorovaikutuksessa liiman kanssa.

T.N. Lashkina, biologian ja ekologian opettaja lukiossa nro 23 Syzranista, tarjoaa seuraavan menetelmän mikrovalmisteiden valmistamiseksi. Voit ottaa tavallisen gelatiinin, täytä se vedellä turpoamaan. Ota sitten ruokalusikalliseen hieman turvonnutta gelatiinia (ilman vettä) ja kuumenna tulella. Kun gelatiini hajaantuu (sen ei tarvitse kiehua), pudota se lasilevylle. Laita näyte tähän tippaan ja peitä se peitelasilla, paina sitä hyvin sormella, jotta gelatiini jakautuu tasaisesti. Mikrovalmiste on valmis.

Sellofaania voidaan käyttää peitinlasin sijasta, jos peitinlasia ei ole saatavilla. Lisäksi sellofaanilla on yksi etu: mikrovalmistetta ei voida murskata, koska sellofaani on joustavaa eikä halkeile kuin peitelasi.

Sinun on työskenneltävä nopeasti gelatiinin kanssa, muuten se kovettuu. Mutta jos näin tapahtuu, riittää, että pidät lasia tulen päällä - ja gelatiini muuttuu jälleen nestemäiseksi. Gelatiini on vaaratonta, edullista ja erittäin taloudellista.

Mikro-organismien tutkimiseksi tehdään mikroskooppinen tutkimus sekä eläville että kuolleille mikrobeille maalaamattomassa ja värillisessä muodossa. Mikroskooppinen näyte valmistetaan mikroskoopin objektilasille - ohuelle lasilevylle (76x26 mm), jossa on hyvin kiillotetut reunat. Mikrobiologisessa tutkimuksessa käytettävien objektilasien tulee olla kristallinkirkkaita ja täysin rasvattomia. Rasvattoman lasin pinnalle vesi leviää helposti eikä muodosta pallomaisia ​​pisaroita.

Ennen käyttöä uusia laseja keitetään 1-prosenttisessa soodaliuoksessa 10 minuuttia, pestään vedellä, heikolla kloorivetyhapolla ja huuhdellaan hyvin tislatussa vedessä. Käytettyjä laseja tulee käsitellä rikkihappoliuoksella 2 tunnin ajan, huuhdella hyvin vedessä ja keittää 10 minuuttia 4-prosenttisessa soodaliuoksessa. Tislatulla vedellä huuhdeltavat lasit pyyhitään puhtaalla pellavakankaalla.

Laboratoriossa tulee aina olla varastossa käyttövalmiina laseja. Dialaseja on parasta säilyttää jauhetulla korkilla varustetussa purkissa, joka on upotettu alkoholin ja eetterin seokseen, otettuna yhtä suurena määränä. Diat poistetaan purkista pinseteillä. Suojalasit - neliön tai suorakaiteen muotoon leikatut ohuet lasinpalat (0,15-0,17 mm paksuus), joiden mitat ovat 18x18 mm, 20x20 mm, 18x24 mm.

Mikro-organismien tutkimus elävässä muodossa

Mikro-organismeja voidaan mikroskooppilla sekä elävinä että kuolleina (kiinteinä) erityisesti valmistetuilla valmisteilla. Homeet ja hiivat ovat parasta katsella elävässä muodossa "murskattuna" pisaravalmisteena. Näiden mikro-organismien solut ovat suhteellisen suuria, ja tavallisesti elävässä mikroskopiassa niiden muoto, koko, jotkut sisäisen rakenteen yksityiskohdat sekä lisääntymisen luonne (silmuminen, jakautuminen, itiöinti jne.) paljastuvat hyvin.

Pienen kokonsa vuoksi bakteerit katsotaan usein kuolleiksi kiinteästi värjätyillä valmisteilla. Tämä antaa selkeämmän käsityksen solujen muodosta ja koosta sekä niiden kyvystä itiöidä. Elävässä muodossa "murskatussa" pisarassa bakteerit otetaan huomioon, kun niiden kyky liikkua määritetään.

Lääke on "murskattu" pisara. Lasilasille, josta rasva on poistettu, kalsinoidulla silmukalla levitetään tippa steriiliä vettä, johon syötetään samalla silmukalla pieni määrä kiinteästä ravintoalustasta otettua mikro-organismin (hiivan tai bakteerin) testiviljelmää. Viljelmä otetaan nestemäisestä alustasta yhdessä nestepisaran kanssa ja tarvittaessa lisätään pisara steriiliä vettä. Mikrobiviljelmän suspendoinnin lasille pitäisi antaa vain lievää sameutta. Hiivan mikroskooppisessa tutkimuksessa pieni määrä metyleenisinistä (kunnes se muuttuu siniseksi) lisätään silmukassa nestepisaraan lasilla ja koko seosta sekoitetaan perusteellisesti. Hiivan intravitaalista värjäystä metyleenisinisellä käytetään paljastamaan kuolleet solut, jotka värjäytyvät helposti siniseksi. Elävät solut pysyvät värjäytymättöminä, koska ne eivät päästä maalia kuorensa läpi.

Objektiiville valmistettu hiivavalmiste peitetään peitinlasilla ja tutkitaan 40X objektiivilla. Tällaisessa valmisteessa on yleensä selvästi näkyvissä läpinäkyviä soikeita tai pyöreitä hiivasoluja, joissa on ytimiä ja kalvoja, jotka näkyvät selvästi elävissä hiivasoluissa. Kuolleet solut ovat yleensä pienempiä kuin elävät solut ja ne ovat väriltään siniset.

Elävien bakteerien valmiste valmistetaan samalla tavalla kuin hiivavalmiste, mutta bakteereja voidaan tarkastella ilman väriaineen lisäystä. Peitelasin pinnalle levitetään pisara immersioöljyä ja näytettä tarkastellaan 90-kertaisella immersioobjektiivilla, mieluiten pimennetyssä kentässä (eli peitetyllä aukolla). Jos bakteeriviljelmä on liikkuva, niin yksittäisten solujen nopeat, monipuoliset liikkeet näkyvät selvästi.

Valmistele homeen valmistus erittäin huolellisesti (jotta ei tuhoa itiöelimiä) erityisellä neulalla (voidaan leikata) tai kasvitieteellisillä pinseteillä poistamalla pala sienikalvosta ja siirtämällä se aiemmin levitetylle vesipisaralle. lasiliukumäelle. Näyte painetaan varovasti, hieman alaspäin, peitetään kansilasilla ja tutkitaan mikroskoopilla 8X objektiivilla. Tällä lisäyksellä homeiden itiöelimien rakenne erottuu hyvin. Yksittäisten rakenteellisten yksityiskohtien (hyfat, pussit jne.) yksityiskohtaista tutkimusta varten valmistetta tutkitaan 40-kertaisella objektiivilla. Tässä tapauksessa valaistusta on ehdottomasti säädettävä kalvon avulla saadaksesi selkeämmän kuvan kyseessä olevista yksityiskohdista.

Kun valmistat valmisteita murskattuun pisaraan, muista seuraava:

1. Kun lasket peitelasia pisaran päälle, kosketa sen reunaa pisaran reunaan ja laske lasia asteittain kallistaen.

2. Pisara ei saa olla suuri, jotta neste ei vuoda yli reunojen eikä putoa kansilasin yläpuolelle. Poista ylimääräinen vesi suodatinpaperilla.

3. Peittimen alle jäävät yksittäiset ilmakuplat eivät yleensä häiritse tarkkailua. Mutta jos kuplia on paljon, lääke on valmistettava uudelleen.

4. Valmiste ei saa olla liian paksua, jotta mikro-organismit eivät varjostaisi toisiaan.

5. Valmistetut valmisteet tutkitaan välittömästi (erityisesti elävät bakteerit), muuten vesi kuivuu ja bakteerisolut menettävät liikkuvuutensa.

6. Bakteriologinen silmukka (tai neula) ennen jokaista peräkkäistä läpikulkua ja sen jälkeen (vettäpisaran levittäminen lasille, viljelmän poistaminen agarista ja sekoittaminen, maalin ottaminen jne.) on kalsinoitava kuumaksi polttimen liekissä.

Kalsinoinnin jälkeen silmukka jäähdytetään nopeasti ilmassa (pidä 2-3 sekuntia koskematta mihinkään) ja siirry seuraavaan työvaiheeseen.

Mikro-organismien tutkimus kiinteässä ja värjätyssä muodossa

Levityksen valmistus. Materiaali levitetään puhtaalle lasilevylle, josta rasva on poistettu, platinasilmukalla (kuva 62). Jos se on nestemäistä, silmukan ottama pisara jakautuu suoraan tasaisesti objektilasin pinnalle ohuena kerroksena noin 1 cm2:n alueelle. Jos agarviljelmää tutkitaan, niin lasilevylle laitetaan alustavasti pisara steriiliä vettä, johon tutkittava viljelmä levitetään ohueksi kerrokseksi. Osoittautuu ns smear. Kaikki sivelynäytteen valmistustoimenpiteet on suoritettava aseptisten sääntöjen mukaisesti (silmukat, astioiden päät testimateriaalilla, pumpulitulpat jne. steriloidaan polttimen liekin päällä). Levityksen jälkeen se kuivataan huoneenlämmössä asettamalla se erityiselle kuivauspöydälle (kuva 63). Hyvän levityksen kuivumisen jälkeen pitäisi tuottaa hienovarainen plakki. Lääkkeestä, jossa on paksu sively tarkkailua varten, on vähän hyötyä.

Voit nopeuttaa kuivumista kuivaamalla levitteen varovasti polttimen liekin päällä. Tässä tapauksessa mikroskoopin objektilasia pidetään polttimen liekin päällä niin, että sively on ylöspäin.

Pinnoitteen kiinnitys. Liuku, jossa kuivattu sively osoittaa ylöspäin polttimen liekistä, suoritetaan 3-4 kertaa liekin vaalean ja tumman osan rajalla. Kiinnityksen tarkoituksena on tappaa mikrobisoluja, kiinnittää ne lasiin ja helpottaa värjäytymistä. Kuolleet solut havaitsevat maalin paljon paremmin kuin elävät. Kaiken kaikkiaan lääke ei saa olla liekissä yli 2 sekuntia. Liika närästysten kuumennusta tulee välttää, koska se muuttaa solujen rakennetta suuresti, sively värjäytyy huonosti. Jos sively ei kiinnity riittävästi, se voidaan pestä pois myöhemmällä värjäyksellä. Käytännössä lämmityksen riittävyys määritetään laittamalla kädelle lasilevy. Tässä tapauksessa lievää palovammaa tulisi tuntea.

Väritysvedot. Laboratoriokäytännössä käytetään yksinkertaisia ​​ja monimutkaisia ​​mikrobien värjäysmenetelmiä. Monimutkaisia ​​tai differentiaalisia värjäysmenetelmiä, kuten jo mainittiin, käytetään solujen rakenteen yksityiskohtaiseen tutkimukseen. Valmisteiden yksinkertaisella värjäyksellä muutama tippa väriliuosta (metyleenisininen, laimennettu fuksiini jne.) kaadetaan kiinteälle sivelylle. Puhtaampien valmisteiden saamiseksi on suositeltavaa kaataa väriliuos suodatinpaperin päälle, jota käytetään sivelyn peittämiseen. Maaliliuosta pidetään tahran päällä keskimäärin 2-3 minuuttia (riippuen maalityypistä). Fuksiini värjää intensiivisesti, ja kaikentyyppiset bakteerit värjäytyvät yhtä hyvin. Fuksiiniliuoksella värjäyksen kesto on melko riittävä 1-2 minuuttia. Alkalinen metyleenisininen jätetään värjäämään sivelettä 2-3 minuuttia. Se maalaa vähemmän voimakkaasti, mutta valmiste osoittautuu tyylikkäämmiksi, lisäksi erilaiset bakteerit saavat värin, jonka voimakkuus vaihtelee. Kun värjätään metyleenisinisellä suurissa soluissa (esimerkiksi hiivassa), tuma ja sytoplasma erilaistuvat. Gentianviolettiliuosta säilytetään värjäämistä varten 3-5 minuuttia.

Määritellyn ajan kuluttua maali kaadetaan dialta. Jos sivelypinnalle laitettiin suodatinpaperia, se on poistettava varovasti pinseteillä ja huuhdeltava kevyellä tislatulla vesivirralla (voit myös koputtaa). Vesisuihku tulee suunnata liukumäen reunaan, ei tahraan. Pesty valmiste kuivataan ilmassa huoneenlämpötilassa tai käyttämällä suodatinpaperiliuskoja.

Pisara setripähkinäöljyä levitetään kuivalle sivelylle. Setripähkinäöljyä ei pidä levittää märkään (ja varsinkin märkään) levitykseen. Tässä tapauksessa setriöljyyn ilmestyy vesiemulsio ja kuvan kirkkaus mikroskoopissa heikkenee jyrkästi.

Monimutkaisten värjäysmenetelmien ydin on siinä, että lääkettä värjätään ei yhdellä, vaan kahdella tai useammalla kontrastimaalilla. Mikrobiologisessa käytännössä Gramin mukainen monimutkainen mikrobien värjäysmenetelmä on erittäin tärkeä mikrobien erilaistumisen kannalta.

Mikrobien värjäystekniikka Gram-menetelmällä on seuraava. Suodatinpaperikaistale asetetaan kiinteälle sivelylle ja kaadetaan gentianviolettikarboliliuosta 1-2 minuutiksi. Sitten maali valuu pois. Paperin poistamisen jälkeen ja huuhtelematta lääkettä vedellä, levitä Lugolin liuosta kokeeseen 1-2 minuutin ajan (tahra muuttuu mustaksi). Määritellyn ajan kuluttua Lugol-liuos kaadetaan lasilevyltä ja lasi upotetaan lasiin, jossa on alkoholia värimuutoksia varten. Dia ravistetaan hieman alkoholissa pitäen 30-60 sekuntia. Levy pestään nopeasti vedellä ja värjätään lisäksi laimennetulla fuksiinilla 1-2 minuutin ajan. Fuksiini kaadetaan pois, valmiste pestään vedellä, kuivataan ja mikroskooppisesti käsitellään.

Mikrobien Gram-värjäys on mahdollista tämän Sinevin ehdottaman menetelmän muunnelmalla. Karbolisen gentianviolettiliuoksen sijaan käytetään tähän liuokseen liotettua ja kuivattua suodatinpaperia. Tällaisen paperin kaistale levitetään kiinteälle sivelylle, lisätään muutama tippa steriiliä vettä niin, että paperi kostutetaan, ja valmistetta värjätään 2 minuutin ajan. Sitten paperi poistetaan, Lugolin liuos kaadetaan valmisteen päälle ja jatketaan sitten samalla tavalla kuin edellä Gram-värjäyksen yhteydessä on osoitettu.

Gram-värjäyksen suhteen kaikki bakteerit jaetaan kahteen ryhmään: grampositiivisiin (gram-positiivisiin) ja gram-negatiivisiin (gram-negatiivisiin). Ensin mainitut pysyvät värjäyksen seurauksena violetin värisinä; jälkimmäiset värjäytyvät alkoholilla ja saavat punaisen värin lisävärjäyksen jälkeen fuksiinilla. Tämä selittyy sillä, että grampositiivisissa bakteereissa solujen sytoplasma sisältää spesifisiä proteiineja ja ribonukleiinihapon magnesiumsuolaa, jotka muodostavat violetin kompleksin gentianvioletin ja jodin kanssa, jota alkoholi ei tuhoa. Gram-negatiivisissa bakteereissa ribonukleiinihapon magnesiumsuola puuttuu soluista, eikä tällaista kompleksia muodostu sytoplasmassa, kun se värjätään gentianivioletilla ja jodilla. Gentianvioletti ja jodi värjäytyvät helposti alkoholilla.

Väritysliuosten valmistus

Bakteriologisessa tutkimuksessa mikrobien värjäykseen käytetään perusaniliinivärejä. Useimmiten käytetty: perusfuksiini (punainen maali), metyleenisininen (sininen maali), gentianvioletti, kristallivioletti, metyylivioletti (violetti maali). Näitä maaleja myydään amorfisina tai kiteisinä jauheina, joista valmistetaan väriliuoksia.

Tarvittavien työmaalien valmistuksen lähtöaineena ovat näiden väriaineiden kyllästetyt alkoholiliuokset. Alkoholiliuokset valmistetaan myöhempää käyttöä varten ja säilytetään pulloissa, joissa on tulppa. Itse alkoholiliuoksia mikrobien värjäykseen ei käytetä.

Väriaineen kyllästetty alkoholiliuos saadaan liuottamalla 1 g sitä 10 ml:aan 96-prosenttista etyylialkoholia (etanolia). Maali ei yleensä liukene kokonaan, ja pullon pohjalle jää pieni sakka. Saatua alkoholiliuosta vaaditaan 3-5 päivää ravistaen päivittäin.

Maalin käyttövesi-alkoholiliuos saadaan sekoittamalla 1 ml kyllästettyä alkoholiliuosta 10 ml:aan tislattua vettä. Värivoiman lisäämiseksi karbolihappoa lisätään peittausaineena maalien vesi-alkoholiliuoksiin.

Reseptit yleisimpien maalien valmistukseen.

Tsilya karbolinen fuksiini. 10 ml emäksisen fuksiinin kyllästettyä alkoholiliuosta sekoitetaan 100 ml:aan 5-prosenttista karbolihappoa. Voit valmistaa väriaineliuoksen suoraan kuivasta väriaineesta. Tätä varten 1 g emäksistä fuksiinia jauhetaan huhmareessa, jossa on 5 g kiteistä karbolihappoa. Parempaa jauhamista varten on suositeltavaa lisätä muutama tippa glyseriiniä. Sitten lisätään vähitellen 10 ml 96-prosenttista alkoholia. Tasaisesti jauhattuun massaan lisätään vähitellen 100 ml tislattua vettä, sekoitetaan ja jätetään 1-2 päivään. Sitten suodatetaan paperisuodattimen läpi. Fuchsin Tsilya on vakaa ja sitä voidaan säilyttää erittäin pitkään. Sitä käytetään värjäämään itiöitä ja haponkestäviä bakteereja, joita on vaikea havaita maalilla.

Fuchsin Pfeifer(laimennettu fuksiini). 1 ml Tsil-karbolifuksiinia sekoitetaan 9 ml:aan tislattua vettä. Liuos on epästabiili, joten se valmistetaan välittömästi ennen valmisteiden värjäystä. Käytetään yksinkertaiseen sivelyvärjäykseen ja lisävärjäykseen Gram-menetelmällä.

Karbolinen gentianvioletti. 10 ml gentianviolettin kyllästettyä alkoholiliuosta sekoitetaan 100 ml:aan 5-prosenttista karbolihappoa tai 1 g gentianviolettia jauhetaan huhmareessa, jossa on 5 g kiteistä karbolihappoa, 10 ml 96-prosenttista alkoholia ja 100 ml tislattua vettä lisätään vähitellen.

Alkalinen metyleenisininen(Lefleurin mukaan). 100 ml:aan tislattua vettä lisätään 30 ml kyllästettyä alkoholiliuosta maalia ja 1 ml 1 % kaliumhydroksidiliuosta (KOH). Liuos suodatetaan. Maali on erittäin kestävää ja vanhan maalin värjäyskyky on korkeampi kuin tuoreella maalilla.

Metyleenisinisen vesiliuos. 1 g metyleenisinistä liuotetaan 100 ml:aan tislattua vettä.

Lugolin ratkaisu. 2 g kaliumjodidia liuotetaan 5 ml:aan tislattua vettä lisäämällä 1 g kiteistä jodia. Tilavuus täytetään 300 ml:ksi vedellä. Lugolin liuoksella tulee olla lievästi emäksinen tai neutraali reaktio. Happamassa reaktiossa se neutraloidaan (lakmuksella) soodabikarbonaatilla. Liuos tulee säilyttää tummissa lasipulloissa valolta suojattuna.

Gentianvioletilla kyllästetyn suodatinpaperin valmistus Sinev-muunnelman mikrobien Gram-värjäystä varten. Liuos karbolista gentianviolettia asetetaan päiväksi termostaattiin 37 °C:seen, sitten suodatetaan paperisuodattimen läpi. Suodos kaadetaan levylle ja suikaleiksi leikattu suodatinpaperi upotetaan siihen 1-2 minuutiksi. Maalilla kyllästetty paperi kuivataan, leikataan paloiksi (2x4 cm) ja varastoidaan tummissa pulloissa, joissa on jauhettu korkki. Säilytysaika on rajoittamaton.

Merkintä. Juuri valmistettujen maalien karboliliuosten pinnalla on metallinhohtoinen kalvo. Nämä ratkaisut ovat kestäviä ja kestävät pitkään. Jos niitä säilytetään liian kauan, ne voivat kuitenkin tulla käyttökelvottomiksi; Tällöin metallinen kiilto niiden pinnalta katoaa ja pohjalle muodostuu hieno jauhemainen sakka.

1) Väliaikaiset huumeet

Kasvien esineiden tutkimiseksi valomikroskoopilla on tarpeen valmistaa mikrovalmiste. Mikrovalmisteita, joita ei ole tarkoitettu pitkäaikaiseen varastointiin, kutsutaan väliaikaisiksi. Tutkittava kohde asetetaan lasilevylle vesipisarassa, glyseriinissä, liuoksessa, reagenssissa tai väriaineessa ja peitetään kansilasilla. Tällaisia ​​valmisteita voidaan säilyttää useita päiviä asettamalla ne kosteaan ilmaan.

2) Pysyvät lääkkeet

Pysyvät valmisteet valmistetaan erityisillä menetelmillä, jotka takaavat niiden säilyvyyden vuosikymmeniä. Pysyviä korjaustoimenpiteitä ovat sivelyt, kokonaiset diat ja viipaleet. Vanupuikkoja käytetään verisolujen, mikro-organismiviljelmien, eristettyjen kudossolujen tutkimuksessa. Totaalidiat ovat erillisiä läpinäkyviä ja ohuita esineitä.Opetusviipaleet voidaan tehdä manuaalisesti partakoneella. Kuitenkin korkealaatuisia leikkeitä, joiden paksuus on 10 ... 22 mikrometriä, valmistetaan yleensä erityisillä laitteilla - mikrotomeilla. Näitä osia kutsutaan usein mikrotomilevyiksi. Ohuempien osien (0,01 ... 0,05 mikronia tai 10 ... 50 nanometriä) saamiseksi käytetään ultramikrotomeja.

Tarkastellaan lyhyesti pysyvien valmisteiden valmistelun päävaiheita.

1. Materiaalin kiinnitys. Välittömästi kiinnityksen päätyttyä materiaali huuhdellaan joko vedellä (vesikiinnitysaineiden jälkeen) tai 80 % alkoholia (alkoholikiinnitysaineiden jälkeen). Huuhtelunesteen vaihtojen määrä - vähintään 3. Aika - jopa 24 tuntia.

2. Kuivuminen alkoholeissa, joiden pitoisuus kasvaa. Samanaikaisesti materiaali tiivistetään. Materiaalin peräkkäistä liikettä ratkaisusarjan läpi kutsutaan johdotukseksi. Vesikiinnitysaineiden jälkeen käytetään 8 alkoholinvaihtoa: 20 %, 40 %, 80 %, kaksi 96 % vaihtoa, kaksi 100 % vaihtoa. Alkoholikiinnitysaineiden jälkeen - 4 alkoholin vaihtoa: kaksi 96 % vaihtoa ja kaksi 100 % vaihtoa. Jokaisessa vuorossa materiaalia säilytetään 1 tunti.

3. Valaistuminen. Tämä on materiaalin kyllästäminen parafiiniliuottimella - ksyleenillä (bentseeni, kloroformi). Näyte asetetaan 1 tunniksi peräkkäin kuhunkin seuraavista liuoksesta: 3 osaa alkoholia + 1 osa ksyleeniä, sitten 2 osaa alkoholia + 2 osaa ksyleeniä, sitten 1 osa alkoholia + 3 osaa ksyleeniä, sitten kaksi osaa. ksyleenin muutokset.

4. Parafiinin kaataminen. Tämä on ksyleenin korvaaminen parafiinilla. Näyte asetetaan ksyleenin ja parafiinin seokseen 55...57 asteen lämpötilaan ja jätetään termostaattiin tähän lämpötilaan, kunnes ksyleeni on täysin haihtunut (useasta tunnista useaan päivään). Sitten 55...57 asteen lämpötilassa johdotus suoritetaan parafiini I:n (6...12 tuntia), parafiini II:n (6...12 tuntia) läpi ja upotetaan parafiini III:aan. Parafiinit I, II, III eroavat toisistaan ​​vain puhtaudeltaan: parafiini III on lopullinen väliaine, jonka tulee olla puhtainta. Tuloksena saadaan parafiinilohkoja, joihin materiaalinäytteet suljetaan. Näitä lohkoja voidaan leikata mihin tahansa suuntaan.

5. Viipaleiden värjäys. Parafiiniosat liimataan puhtaalle lasilevylle. Liimana voit käyttää kananmunan valkuaisen seosta glyseriinin kanssa (suhteessa 1: 2) lisäämällä antiseptistä ainetta (tymoli tai fenoli). Yleensä osioista poistetaan vaha. Tätä varten lasit, joissa on liimattuja osia, johdetaan ksyleenin, alenevien alkoholien (100%, 96%, 80%, 70%) ja tislatun veden läpi. Viipymäaika kussakin ympäristössä on 2 ... 3 minuuttia. Sitten ne värjätään menetelmien mukaisesti.

6. Kuivaus ja värjäytyneiden osien kirkastaminen. Se suoritetaan johtamalla alkoholien, joiden pitoisuus kasvaa, läpi ja sitten ksyleenin läpi.

7. Päätelmä ympäristöissä (täyttö). Lääkkeiden pitkäaikaista varastointia varten ne on suljettava ympäristössä, joka suojaa lääkettä ilman aiheuttamalta hapettumiselta ja sieni-iskulta. Kaatamiseen käytetään erityisiä hartseja (kanadan balsamia, kuusen balsamia), jotka liuotetaan ksyleeniin nestemäisen hunajan konsistenssiin. Pisara tällaista liuosta levitetään osalle ja peitetään kansilasilla.

6. Soluaineen kemiallinen koostumus. Mikro- ja makroelementit.

Solun koostumuksesta löydettiin yli 80 kemiallista alkuainetta, kun taas vain eläville organismeille tyypillisiä erikoisalkuaineita ei löytynyt. Kuitenkin vain 27 elementin osalta tiedetään, mitä toimintoja ne suorittavat. loput 53 elementtiä tulevat todennäköisesti kehoon ulkoisesta ympäristöstä.

1. Makroravinteet

Ne muodostavat suurimman osan soluaineesta. Ne muodostavat noin 99 % koko solun massasta. Erityisen korkea on neljän alkuaineen pitoisuus: happi (65-75 %), hiili (15-18 %), typpi (1,5-3 %) ja vety (8-10 %). Makroravinteisiin kuuluvat myös alkuaineet, joiden pitoisuus solussa lasketaan prosentin kymmenesosina ja sadasosina. Näitä ovat esimerkiksi kalium, magnesium, fosfori, rikki, rauta, kloori, natrium.

2. Hivenaineet Näitä ovat pääasiassa metalliatomit, jotka ovat osa entsyymejä, hormoneja ja

muita elintärkeitä aineita. Kehossa näitä alkuaineita on hyvin pieninä määrinä: 0,001 - 0,000001%; tällaisia ​​alkuaineita ovat boori, koboltti, kupari, molybdeeni, sinkki, jodi, bromi jne.

3. Ultramikroelementit

Niiden pitoisuus ei ylitä 0,000001 %. Näitä ovat uraani, radium, kulta, elohopea, beryllium, cesium ja muut harvinaiset alkuaineet. Useimpien näiden alkuaineiden fysiologista roolia kasvien, eläinten, sienten ja bakteerien organismeissa ei ole vielä selvitetty.

Laboratoriotyö nro 1

Aihe: "Erilaisten organismien solujen mikrovalmisteiden valmistus ja kuvaus."

Tavoite: vahvistaa kykyä valmistaa mikrovalmisteita ja tutkia niitä mikroskoopilla, löytää eri organismien solujen rakenteellisia piirteitä ja hallita aiheen terminologiaa.

Laitteet: sipulisuomujen kuori, epiteelisolut ihmisen suuontelosta, heinäbasilliviljelmä, lasillinen vettä, mikroskooppi, teelusikka, peitinlasi ja objektilasi, sininen muste, jodi, monisoluisen eläinorganismin solujen mikrovalmisteet , muistivihko, kynä, yksinkertainen kynä, viivain,

Edistyminen:

Työ 1.

1. Tarkastellaan kuvassa sipulisuomukuoren valmistuksen valmistusjärjestystä.
2. Valmistele objektilasi pyyhkimällä se huolellisesti sideharsolla.
3. Levitä pipetillä 1-2 tippaa vettä lasilevylle.
4. Poista varovasti pieni pala kirkasta kuorta sipulisuolen sisäpuolelta leikkeluneulalla. Aseta pala ihoa vesipisaraan ja suorista neulan kärjellä.
5. Peitä iho peitinlasilla kuvan osoittamalla tavalla.
6. Tutki valmistettua valmistetta pienellä suurennuksella. Merkitse mitkä häkin osat näet.
7. Värjää valmiste jodiliuoksella. Tätä varten laita tippa jodiliuosta lasilevylle. Vedä ylimääräinen liuos pois suodatinpaperilla toiselta puolelta.
8. Tutki värjättyä näytettä. Mitä muutoksia on tapahtunut?

9. Katso näytettä suurella suurennuksella. Etsi siitä kloroplasteja lehden soluista, solua ympäröivä tumma raita, kalvo; sen alla on kultainen aine - sytoplasma (se voi miehittää koko solun tai olla lähellä seiniä). Ydin näkyy selvästi sytoplasmassa. Etsi tyhjiö, jossa on solumehlaa (se eroaa väriltään sytoplasmasta).

10. Piirrä sipulin kuoresta 2-3 solua. Merkitse kalvo, sytoplasma, tuma, tyhjiö solumehulla.
Kasvisolun sytoplasmassa on lukuisia pieniä kappaleita - plastideja. Suurella suurennuksella ne näkyvät selvästi. Eri elinten soluissa plastidien määrä on erilainen.
Kasveilla voi olla erivärisiä plastideja: vihreitä, keltaisia ​​tai oransseja ja värittömiä. Esimerkiksi sipulisuomujen kuoren soluissa plastidit ovat värittömiä.

Työ 2.

1. Valmista mikrovalmiste heinäbasillista.

2. Tutki näytteitä mikroskoopilla.

3. Harkitse valmiita mikrovalmisteita monisoluisen eläinorganismin soluista.

4. Vertaa näkemääsi kuvaan kuvassa olevasta esineestä.

Työ 3

1. 
   Harkitse monisoluisten eläinsolujen valmiita mikrovalmisteita
2. 
   Vertaa näkemääsi kuvaan kuvassa olevasta esineestä.

3. Nimeä kuvassa 2 esitetyt soluorganellit. 4

Laboratoriotyö nro 2

Aihe: "Plasmolyysin ja deplasmolyysin ilmiön havainnointi"

Kohde: varmistaa plasmolyysin ja deplasmolyysin ilmiön olemassaolo elävissä kasvisoluissa ja fysiologisten prosessien nopeus.

Laitteet: mikroskoopit, objektilasit ja kansilasit, lasisauvat, vesilasit, suodatinpaperi, natriumkloridiliuos, sipulit.

Edistyminen

1. 
   Poista sipulisuomujen pohjakuori (4 mm 2);
2. 
   Valmista mikrovalmiste, tutki ja piirrä 4-5 solua näkemästäsi;
3. 
   Levitä kansilasin toiselle puolelle muutama tippa natriumkloridiliuosta ja vedä vesi pois toiselle puolelle suodatinpaperinauhalla;
4. 
   Tarkastele diaa muutaman sekunnin ajan. Kiinnitä huomiota solukalvoissa tapahtuneisiin muutoksiin ja aikaan, jonka aikana nämä muutokset ovat tapahtuneet. Piirrä muutettu objekti.
5. 
   Levitä muutama tippa tislattua vettä peitinlasin reunalle ja vedä se pois toiselta puolelta suodatinpaperilla huuhtelemalla pois plasmolyyttinen liuos.
6. 
   Tarkastele objektilasia mikroskoopilla muutaman minuutin ajan. Huomaa muutokset solukalvojen sijainnissa ja aika, jonka aikana nämä muutokset tapahtuivat.
7. 
   Vertaa näkemääsi kuvan 1 kohteen kuvaan.
8. 
   Piirrä tutkittava kohde.
9. 
   Tee johtopäätös työn tarkoituksen mukaisesti ja huomioi plasmolyysin ja deplasmolyysin nopeus. Selitä näiden kahden prosessin välinen nopeusero.

Vastaa kysymyksiin:

1. Mihin vesi liikkui (soluihin tai soluista ulos), kun kudos laitettiin suolaliuokseen?

2. Miten tämä veden liikesuunta voidaan selittää?

3. Minne vesi meni, kun kangas laitettiin veteen? Miten tämä voidaan selittää?

4. Mitä arvelet soluissa tapahtuvan, jos ne jätettäisiin suolaliuokseen pitkäksi aikaa?

5. Voidaanko suolaliuosta käyttää rikkaruohojen tuhoamiseen?

6. Määritä termit - plasmolyysi, deplasmolyysi, osmoosi, turgor.
7. Selitä, miksi omenat ovat vähemmän mehukkaita hillossa?

Kuva 1. Plasmolyysi ja deplasmolyysi

Laboratoriotyö nro 3

Aihe: "Kasvien ja eläinten, sienten, bakteerien solujen rakenteen vertailu."

Kohde: oppia löytämään eri organismien solujen rakenteellisia piirteitä, vertailemaan niitä keskenään; omistaa aiheen terminologian.

Laitteet: mikroskoopit, objektilasit ja kansilasit, vesilasit, lasisauvat, Elodea-kasvin lehtiä, hiivaa, heinäbasilliviljelmää, monisoluisten eläinten solujen mikrovalmisteita.

Työ 1.

1. Valmista soluvalmiste Elodea-lehdestä. Tätä varten irrota lehti varresta, aseta se vesipisaraan lasilevylle ja peitä peitinlasilla.
2. Tutki näytettä mikroskoopilla. Etsi kloroplasteja soluista.
3. Piirrä elodean lehden solurakenne. Merkitse piirustuksesi. 4. Tarkastellaan kuvaa 1. Tee johtopäätös solujen muodosta, koosta eri kasvielimet

Riisi. 1. Eri kasvielinten solujen väri, muoto ja koko

Työ 2.

1. Käytä teelusikallista limaa posken sisäpuolelta. 2. Aseta lima lasilevylle ja sävytä veteen laimennetulla sinisellä musteella. Peitä näyte peitelasilla. 3. Tutki näytettä mikroskoopilla.

Työ 3

1. 
   Harkitse monisoluisen eläinorganismin solujen valmista mikrovalmistetta.

2. Vertaa oppitunnilla näkemääsi kuvaan pöydillä olevista esineistä.

1. 
   Vertaa näitä soluja keskenään.
2. 
   Syötä vertailutulokset taulukkoon 1

Vastaa kysymyksiin:

• 
  Mitä yhtäläisyyksiä ja eroja solujen välillä on?
• 
  Mitkä ovat syyt eri organismien solujen yhtäläisyyksiin ja eroihin?

Käytännön työ

Aihe : "Yksinkertaisimpien ylityskaavioiden laatiminen."

Kohde: oppia kirjoittamaan muistiin tiettyjen genotyyppien omaavien organismien muodostamat sukusolut; kirjaa muistiin geneettisten ongelmien tila; ratkaisemaan genetiikan tilanneongelmia; käyttää geneettisen terminologian taitoja.

Laitteet: oppikirja, muistikirja, ongelmatilanteet, kynä.

Edistyminen:

Harjoitus 1

Kirjoita muistiin kaikentyyppiset sukusolut, joita muodostavat organismit, joilla on seuraavat genotyypit: AAbb, Aa, MmPP, PPKk, AabbCc, AabbCcPP, AaBbCc.

Sukusoluja kirjoitettaessa on muistettava, että yhdelle (AA) tai useammalle (AAbbcc) geenille homotsygoottisessa organismissa kaikki sukusolut ovat näille geeneille samoja, koska niissä on sama alleeli.

Yhden geenin (Aa) heterotsygoottisuuden tapauksessa organismi muodostaa kahdentyyppisiä sukusoluja, jotka kantavat erilaisia ​​alleeleja. Diheterotsygoottinen organismi (AaBb) muodostaa neljän tyyppisiä sukusoluja. Yleensä organismi muodostaa mitä useampia sukusoluja on, sitä heterotsygoottisempi se on suuremmalle määrälle geenejä. Sukusolutyyppien kokonaismäärä on 2 n:n potenssiin, missä n on heterotsygoottisessa tilassa olevien geenien lukumäärä. Sukusoluja kirjoitettaessa on ohjattava sukusolujen "puhtauden" lakia, jonka mukaan jokainen sukusolu kantaa yhtä jokaisesta alleelisten geenien parista.

Tehtävä 2

Opi kirjoittamaan ytimekkäästi muistiin geneettisen tilanneongelman tila ja sen ratkaisu.

Kun geneettisen ongelman olosuhteita kirjataan lyhyesti, hallitseva ominaisuus merkitään isolla kirjaimella (A) ja resessiivinen - pienellä (a) kirjaimella, jossa on ominaisuuden vastaava variantti. Organismin genotyyppi, jolla on hallitseva ominaisuus, ilman lisämerkkejä sen homo- tai heterotsygoottisuudesta ongelman tilassa, on merkitty A?:ksi, jossa kysymys heijastaa tarvetta määrittää genotyyppi ongelman ratkaisemisen aikana. Resessiivisiä piirteitä omaavan organismin genotyyppi on aina homotsygoottinen resessiiviselle alleelille - aa. Sukupuoleen liittyvät ominaisuudet merkitään X-kytketyn perinnön tapauksessa Xª tai XA

Esimerkki lyhyestä tallenteesta ongelman tilasta ja ratkaisusta

Tehtävä. Ihmisillä ruskea silmien värimuunnos hallitsee sinistä väriä. Sinisilmäinen nainen menee naimisiin heterotsygoottisen ruskeasilmäisen miehen kanssa. Minkä väriset silmät lapsilla voi olla?

Kunnon lyhyt Ratkaisukatsaus

A - ruskea silmien väri Vanhemmat - P aa x Aa

A - sukusolun silmien sininen väri - G a A, a

Vanhemmat: aa x Aa jälkeläinen - F Aa aa

Jälkeläiset? ruskea väri sininen

Tehtävä 3

Kirjoita lyhyesti muistiin geneettisen tilanneongelman tila ja sen ratkaisu.

Haaste: Ihmisen likinäköisyys hallitsee normaalia näköä. Likinäköiset vanhemmat synnyttivät lapsen, jolla oli normaali näkö. Mikä on vanhempien genotyyppi? Mitä muita lapsia tästä avioliitosta voi olla?

Käytännön työ

Aihe : "Geeniongelmien ratkaiseminen".

Kohde: oppia ratkaisemaan geneettisiä ongelmia; selittää ulkoisten tekijöiden vaikutus merkin ilmenemiseen; käyttää geneettisen terminologian taitoja.

Varusteet: oppikirja, muistikirja, ongelmatilanteet, kynä.

Edistyminen:

1. Muista ominaisuuksien periytymisen peruslait.

2. Mono- ja dihybridiristeytysten ongelmien kollektiivinen analyysi.

3. Monohybridi- ja dihybridiristeytysten ongelmien itsenäinen ratkaisu, ratkaisun kulun yksityiskohtainen kuvaus ja täydellisen vastauksen muotoilu.

4. Kollektiivinen keskustelu ongelmanratkaisusta oppilaiden ja opettajan välillä.

5. Tee johtopäätös.

Monohybridiristeytysongelmat

Tehtävä nro 1. Nautakarjassa turkin mustan värin määräävä geeni hallitsee punaisen värin määräävää geeniä. Mitä jälkeläisiä voidaan odottaa homotsygoottisen mustan härän ja punaisen lehmän risteytyksestä?

Analysoidaan ratkaisu tähän ongelmaan. Ensin esittelemme merkinnän. Genetiikassa geeneille otetaan käyttöön aakkosmerkit: hallitsevat geenit merkitään isoilla kirjaimilla, resessiiviset - pienillä kirjaimilla. Mustan värin geeni on hallitseva, joten annamme sille nimen A. Punaisen turkin värin geeni on resessiivinen - a. Siksi mustan homotsygoottisen härän genotyyppi on AA. Mikä on punaisen lehmän genotyyppi? Sillä on resessiivinen ominaisuus, joka voi ilmetä fenotyyppisesti vain homotsygoottisessa tilassa (organismissa). Siten hänen genotyyppinsä on aa. Jos lehmän genotyypissä olisi ainakin yksi hallitseva geeni A, niin sen turkin väri ei olisi punainen. Nyt kun vanhempien yksilöiden genotyypit on selvitetty, on tarpeen laatia teoreettinen risteytyskaavio.

Musta härkä muodostaa yhden tyyppisiä sukusoluja tutkittavalle geenille - kaikki sukusolut sisältävät vain geenin A. Laskennan helpottamiseksi kirjoitamme vain sukusolujen tyypit, emme kaikkia tietyn eläimen sukusoluja. Homotsygoottisella lehmällä on myös yhden tyyppisiä sukusoluja - a. Kun tällaiset sukusolut sulautuvat yhteen, muodostuu ainoa mahdollinen genotyyppi - Aa, ts. kaikki jälkeläiset ovat yhtenäisiä ja heillä on hallitseva fenotyyppi - musta härkä - vanhemman piirre.

Siten voidaan kirjoittaa seuraava vastaus: homotsygoottisen mustan härän ja punaisen lehmän risteyttämisessä jälkeläisissä tulisi odottaa vain mustia heterotsygoottisia vasikoita

Seuraavat tehtävät tulee ratkaista itsenäisesti kuvaamalla yksityiskohtaisesti ratkaisun kulku ja muotoilemalla täydellinen vastaus.

Tehtävä numero 2. Mitä jälkeläisiä voidaan odottaa turkin väriltään heterotsygoottisen lehmän ja härän risteyttämisestä?

Tehtävä nro 3. Marsuilla nykivän turkin määrää hallitseva geeni ja sileän turkin resessiivinen.

1. Kahden kiertyneen porsaan risteyttäminen toistensa kanssa tuotti 39 yksilöä kiharakarvaisia ​​ja 11 sileäkarvaista eläintä. Kuinka monen yksilön, jolla on hallitseva fenotyyppi, pitäisi olla homotsygoottisia tämän ominaisuuden suhteen?

2. Pörrökarvainen marsu, joka risteytyi sileäkarvaisen yksilön kanssa, tuotti jälkeläisiin 28 pörröistä ja 26 sileäkarvaista jälkeläistä. Selvitä vanhempien ja jälkeläisten genotyypit.

Ongelmia di- ja polyhybridiristeyksessä

Tehtävä numero 7. Kirjoita muistiin seuraavien genotyyppien organismien sukusolut: AABB; aabb; ABAB; aaBB; AaBB; Aabb; Aabb; ААВВСС; AABCC; AabCC; Aabbcc.

Katsotaanpa yhtä esimerkeistä. Tällaisia ​​ongelmia ratkaistaessa on ohjattava sukusolujen puhtauden lakia: sukusolu on geneettisesti puhdas, koska vain yksi geeni kustakin alleeliparista pääsee siihen. Otetaan esimerkiksi yksilö, jolla on AaBbCc-genotyyppi. Ensimmäisestä geeniparista - parista A - joko geeni A tai geeni a joutuu jokaiseen lisääntymissoluun meioosin aikana. Samassa sukusolussa toisessa kromosomissa sijaitsevasta geeniparista B saapuu geeni B tai b. Kolmas pari myös toimittaa jokaiselle sukupuolisolulle hallitsevan C-geenin tai sen resessiivisen alleelin - c. Siten sukusolu voi sisältää joko kaikki hallitsevat geenit - ABC tai resessiiviset - abc sekä niiden yhdistelmät: ABc, AbC, Abe, ABC, aBc ja bC.

Jotta ei erehtyisi tutkitun genotyypin organismin muodostamien sukusolujen lukumäärässä, voit käyttää kaavaa N = 2n, jossa N on sukusolutyyppien lukumäärä ja n on heterotsygoottisten geeniparien lukumäärä. Tämän kaavan oikeellisuus voidaan helposti varmistaa esimerkein: heterotsygootilla Aa on yksi heterotsygoottinen pari; siksi N = 21 = 2. Se muodostaa kaksi sukusolulajiketta: A ja a. Digheterotsygootti Aabb sisältää kaksi heterotsygoottista paria: N = 22 = 4, muodostuu neljän tyyppisiä sukusoluja: AB, Ab, aB, ab. Triheterotsygootin AabbCc:n pitäisi tämän mukaisesti muodostaa 8 sukusolulajiketta (N = 23 = 8), ne on jo kirjoitettu edellä.

Tehtävä nro 8. Nautakarjassa sarvettomuusgeeni hallitsee sarveisuusgeeniä ja mustaturkkigeeni hallitsee punaista geeniä. Molemmat geeniparit ovat eri kromosomipareissa.

1. Mitkä ovat vasikat, jos ristetyt heterotsygoottisesti molemmissa pareissa

Merkkejä härästä ja lehmästä?

2. Mitä jälkeläisiä pitäisi odottaa risteyttämällä musta sarviton härkä, joka on heterotsygoottinen molemmille ominaisuuspareille, punasarvisen lehmän kanssa?

Laboratoriotyön lisätehtäviä

Tehtävä nro 1. Turkistilalta saatiin 225 minkin jälkeläiset. Näistä 167 eläimellä on ruskea turkki ja 58 minkkiä siniharmaita. Määritä alkuperäisten muotojen genotyypit, jos tiedetään, että ruskean värin geeni hallitsee turkin sinertävän harmaavärin määräävää geeniä.

Ongelma nro 2. Ihmisillä ruskeiden silmien geeni hallitsee sinisten silmien geeniä. Sinisilmäinen mies, jonka yhdellä vanhemmista oli ruskeat silmät, meni naimisiin ruskeasilmäisen naisen kanssa, jonka isällä oli ruskeat ja äidillä siniset silmät. Mitä jälkeläisiä tästä avioliitosta voidaan odottaa?

Ongelma numero 3. Albinismi periytyy ihmisillä resessiivisenä ominaisuutena. Perheessä, jossa toinen puolisoista on albiino ja toisella on pigmentoitunut hiukset, on kaksi lasta. Toinen lapsi on albiino, toisella värjätyt hiukset. Mikä on todennäköisyys saada seuraava albiinolapsesi?

Tehtävä nro 4. Koirilla turkin musta väri hallitsee kahvin väriä ja lyhyt turkki pitkää. Molemmat geeniparit ovat eri kromosomeissa.

1. Kuinka monta prosenttia mustista lyhytkarvaisista pennuista voidaan odottaa risteyttämällä kaksi yksilöä, jotka ovat heterotsygoottisia kummankin ominaisuuden suhteen?

2. Metsästäjä osti mustan lyhytkarvaisen koiran ja haluaa olla varma, ettei se kanna kahvinvärisiä pitkäkarvageenejä. Mikä fenotyyppi ja genotyyppipartneri tulee valita risteyttämiseen, jotta ostetun koiran genotyyppi voidaan tarkistaa?

Ongelma nro 5. Ihmisillä ruskeat silmät geeni hallitsee geeniä, joka määrää sinisten silmien kehittymisen, ja geeni, joka määrää kyvyn hallita oikeaa kättä paremmin vasenkätisyys kehittymistä määräävään geeniin nähden. Molemmat geeniparit sijaitsevat eri kromosomeissa. Millaisia ​​lapset voivat olla, jos heidän vanhempansa ovat heterotsygoottisia?

Ongelma numero 6. Ihmisillä resessiivinen geeni a määrittää synnynnäisen kuuromyhmyn. Perinnöllisesti kuuromykkä mies meni naimisiin normaalikuuloisen naisen kanssa. Onko mahdollista määrittää lapsen äidin genotyyppi?

Ongelma numero 7. Herneiden keltaisista siemenistä saatiin kasvi, joka tuotti 215 siementä, joista 165 oli keltaisia ​​ja 50 vihreitä. Mitkä ovat kaikkien muotojen genotyypit?

Ongelma numero 8. Sekä isä että äiti maistavat fenyylitiourean katkeraa makua. Kaksi neljästä lapsesta ei maista tätä lääkettä. Olettaen, että erot herkkyydessä fenyylitiourealle ovat monogeenisia, määritä, onko herkkyys fenyylitiourealle hallitseva vai resessiivinen.

Gram värjäys.

Vaihe 1- kokeenvalmistus.

Dia poltetaan kaasupolttimen liekissä. Merkitse tulevan vedon rajat ympyrän muodossa, jonka halkaisija on 1-2 cm, vahakynällä ja aseta lasi pöydälle. Pieni pisara steriiliä isotonista natriumkloridiliuosta (IHN) levitetään ympyrän keskelle kalsinoidulla silmukalla. Sitten tähän pisaraan lisätään pieni määrä bakteeriviljelmää, emulgoidaan huolellisesti ja levitetään ohueksi kerrokseksi ympyrän sisällä. Liemiviljelmäpuikot valmistetaan ilman ICH:n alustavaa levitystä.

2 vaiheessa-kuivaus.

Lasi jätetään ilmaan, kunnes kosteus katoaa.

3 vaiheessa-kiinnitys.

Kiinnitys tehdään mikrobien tappamiseksi, niiden kiinnittämiseksi lasiin ja niiden väriherkkyyden lisäämiseksi. Luistin kiinnittämiseksi (smere ylöspäin) asetetaan kolme kertaa polttimen liekkiin 2-3 sekunniksi 4-6 sekunnin välein. Puikot mätästä, verestä, ysköksestä ja turvotusta nesteestä kiinnitetään upottamalla kiinnitysnesteisiin (asetoni, Nikiforovin seos). Tällainen kiinnitys välttää tutkimuskohteen karkeat muodonmuutokset.

Vaihe 4 - maalaus.

Erota yksinkertaiset ja monimutkaiset (erottelevat) maalausmenetelmät. Yksinkertaisilla menetelmillä on mahdollista arvioida solujen kokoa, muotoa, sijaintia ja keskinäistä järjestystä. Kehittyneillä menetelmillä voidaan selvittää mikrobien rakenne ja niiden usein epätasa-arvoinen suhde väriaineisiin. Esimerkki yksinkertaisista menetelmistä on värjäys fuksiinilla (1-2 minuuttia), metyleenisinisellä tai kristallivioletilla (3-5 minuuttia) ja monimutkaisilla - värjäys Gramin, Romanovsky-Giemsan, Ziehl-Nielsenin mukaan.

Differentiaalinen Gram-menetelmä

Tällä menetelmällä tehdyn värjäyksen jälkeen jotkin bakteerit värjäytyvät tumman purppuranväriseksi (gram-positiivinen, Gr +). muut - viininpunaisena (gram-negatiivinen, Gr-). Tämän värjäysmenetelmän ydin on, että Gr + -bakteerit kiinnittävät tiukasti gentianvioletin ja jodin kompleksin ilman värimuutoksia etanolilla. Gr-bakteerit värjätään värjäytymisen jälkeen fuksiinilla.

Gram-värjäyksen vaiheet